Informație

Ce reglementează aceste două metode de îmbinare?

Ce reglementează aceste două metode de îmbinare?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Îmbinarea alternativă poate amesteca ordinea exonilor și poate selecta din secvența de exon a unui singur situs de genă pentru a oferi o selecție combinatorie de posibili produși de transcripție de la o singură genă. Poate intergenic trans splicing poate face acest lucru pornind de la mai multe site-uri de gene?

Ce reglementează aceste două combinații de gene „neliniare”, procese de îmbinare a transcripției?


După cum a spus Alan Boyd, acest proces se numește trans-splicing în care exonii diferitelor ARN-uri sunt uniți. Apropierea fizică este propice pentru trans-splicing. Acest studiu arată că frecvența trans-splicing este mai mare dacă genele sunt proximale. Proximitatea nu înseamnă doar mai aproape în genom, ci și proximitatea 3D guvernată de interacțiunile cromozomiale.

Acum, ce factori promova îmbinarea trans nu este înțeleasă corect.


Splicing ARN

Splicing ARN, în biologia moleculară, este o formă de procesare a ARN-ului în care un nou transcript de ARN mesager precursor (pre-ARNm) este transformat într-un ARN mesager matur (ARNm). În timpul îmbinării, intronii (regiuni necodificatoare) sunt îndepărtați și exonii (regiuni codificatoare) sunt uniți. Pentru genele codificate nuclear, splicing-ul are loc în nucleu fie în timpul sau imediat după transcripție. Pentru acele gene eucariote care conțin introni, splicing-ul este de obicei necesară pentru a crea o moleculă de ARNm care poate fi tradusă în proteină. Pentru mulți introni eucarioți, splicing-ul se realizează într-o serie de reacții care sunt catalizate de spliceosome, un complex de mici ribonucleoproteine ​​nucleare (snRNPs). Există, de asemenea, introni cu auto-splicing, sau ribozime capabile să-și catalizeze propria excizie din molecula lor de ARN părinte.


Exemple de îmbinare alternativă

Genele Neurexinei

Oamenii au 3 gene care codifică o familie de proteine ​​cunoscută ca neurexinele. Aceste proteine ​​sunt încorporate în membrana plasmatică. Acestea se extind din membrana plasmatică și în spațiul dintre nervi. Aici, se leagă de o proteină din cealaltă celulă nervoasă. Acest complex proteic menține celulele în loc. Deși există doar 3 gene diferite care codifică neurexinele, există peste 3.000 de proteine ​​diferite în familia neurexinelor.

Acest lucru este posibil prin îmbinare alternativă. Pe măsură ce spliceosomul procesează moleculele primare de ARNm din aceste gene, acesta este influențat de un număr de gene promotoare, molecule din celulă și alte semnale. Aceștia influențează ce exoni sunt incluși în ARNm final. Îmbinarea alternativă poate face proteinele mai mari sau mai mici, sau cu regiuni lipsă, dar în general încă produce o proteină de lucru. În acest fel, fiecare variație a mediului celular sau semnal extracelular creează o proteină diferită cu o funcție ușor diferită.

În timp ce toate proteinele neurexinelor vor funcționa pentru a menține împreună sinapsa între doi nervi, variația produsă este teoretizată pentru a face o serie de lucruri. În primul rând, poate modifica semnalul care călătorește între cei doi neuroni. Acest lucru ar putea produce un efect necesar pentru ca creierul să proceseze semnalul. Diferite proteine ​​pot fi folosite în momente diferite, în celule diferite, la același animal. Acest lucru ar putea fi necesar pentru a se adapta multor medii diferite dintr-un organism și pentru a se asigura că neuronii funcționează corect.

Când oamenii de știință au observat aceleași gene la pești, au găsit ceva interesant. În timp ce peștii au și aceste gene, ei nu pot împărți genele în aproape la fel de multe alternative. Acest lucru i-a determinat pe oamenii de știință să emită ipoteza că splicing-ul alternativ ar putea fi folosit pentru a modifica aceste gene într-un mod care le face specifice anumitor părți ale creierului. În acest fel, îmbinarea alternativă poate oferi un fel de „sistem de indexare” pentru creier. Acesta ar putea fi motivul pentru care oamenii pot stoca atât de multe informații suplimentare și au o memorie atât de eficientă pe termen lung.

Producerea de anticorpi

Într-un proces similar, corpul uman produce anticorpi pentru a lupta împotriva bacteriilor, virușilor și corpilor străini care infectează țesuturile. Pentru a face acest lucru, organismul trebuie să facă o anticorp, sau proteină care este special concepută pentru a se lipi de invadator. Aceste proteine ​​sunt produse de limfocitele B, care conțin ADN-ul și mașinile pentru a crea aceste proteine ​​complexe. Cu toate acestea, există o problemă.

Limfocitele B trebuie să se atașeze de proteine ​​și trebuie să elibereze anticorpul în fluxul sanguin. Anticorpul din fluxul sanguin se va lega de invadatori, permițând celulelor imune să-i ținteze. Prin atașarea anticorpilor direct la limfocitele B, aceste celule pot înghiți cu ușurință invadatorii pe măsură ce îi întâlnesc. Pentru a face acest lucru cu energie minimă și folosind același ADN, aceste celule imunitare folosesc splicing alternativ.

Ultimii doi exoni din codul genetic pentru anticorpi sunt speciali. Acești doi exoni codifică o regiune de proteină care este hidrofobsau rezistă la apă. Aceste regiuni se atașează în miezul hidrofob al dublu strat de fosfolipide. Acest lucru le blochează eficient în membrana celulară. Îmbinarea alternativă elimină pur și simplu acești doi exoni. Acum, proteina va servi aceluiași scop, dar este solubil în apă și poate călători prin sânge și fluide.

La primirea unui semnal de a crea anticorpi, limfocitul B trebuie să creeze mulți simultan atât pentru el însuși, cât și pentru a fi eliberat în organism. Pentru a face acest lucru, transcrie în mod activ gena pentru anticorp rapid, pentru a crea cât mai multe transcrieri primare posibil. Unele dintre acestea vor fi procesate pentru a reține regiunea hidrofobă, iar unii spliceosomi o vor elimina. Astfel, proteinele pentru ambele utilizări sunt create din același semnal pentru a crea anticorpi. Îmbinarea alternativă face posibilă inițierea multor procese diferite de la același semnal de transcripție ADN.

1. Care este scopul principal al îmbinării alternative?
A. Pentru a crea variante de proteine
B. Pentru a ajuta metabolismul
C. Pentru a accelera procesul de creare a proteinelor

2. De ce au nevoie organismele de atâtea versiuni ale aceleiași proteine?
A. Nu, este doar o variație genetică suplimentară
B. Pentru miile de funcții diferite celulele lor completează
C. Oamenii de știință nu știu răspunsul

3. Cum ar putea splicing alternativ să contribuie la crearea inteligenței?
A. Prin producerea de proteine ​​diferite, poate crea conexiuni neuronale avansate
B. Cu cât ai mai multe proteine, cu atât ești mai inteligent
C. Este puțin probabil ca unirea alternativă să creeze inteligență


Ce reglementează aceste două metode de îmbinare? - Biologie

La fel ca transcripția, traducerea este controlată de proteinele care se leagă și inițiază procesul. În traducere, înainte de a începe sinteza proteinelor, asamblarea ribozomilor trebuie să fie finalizată. Acesta este un proces în mai multe etape.

În asamblarea ribozomilor, subunitățile ribozomale mari și mici și un ARNt inițiator (ARNti) care conține primul aminoacid al lanțului polipeptidic final, toate se reunesc la codonul de început al translației pe un ARNm pentru a permite începerea translației. În primul rând, subunitatea ribozomală mică se leagă de ARNti care poartă metionină în eucariote și arhee și poartă N-formil-metionină în bacterii. (Deoarece ARNti poartă un aminoacid, se spune că este încărcat.) Apoi, subunitatea ribozomală mică cu ARNt încărcati scanările încă legate de-a lungul catenei de ARNm până când ajunge la codonul de început AUG, ceea ce indică unde va începe translația. Codonul de pornire stabilește, de asemenea, cadrul de citire pentru catena de ARNm, care este crucial pentru sintetizarea secvenței corecte de aminoacizi. O schimbare a cadrului de citire are ca rezultat traducerea greșită a ARNm. Antidonul pe ARNti apoi se leagă de codonul de pornire prin împerecherea bazelor. Complexul constând din ARNm, ARNt încărcati, iar subunitatea ribozomală mică se atașează de subunitatea ribozomală mare, care completează asamblarea ribozomului. Aceste componente sunt reunite cu ajutorul unor proteine ​​numite factori de inițiere care se leagă de subunitatea ribozomală mică în timpul inițierii și se găsesc în toate cele trei domenii ale vieții. În plus, celula cheltuiește energia GTP pentru a ajuta la formarea complexului de inițiere. Odată ce ansamblul ribozomului este complet, ARNt-ul încărcati este poziționat în situsul P al ribozomului și situsul A gol este gata pentru următorul aminoacil-ARNt. Sinteza polipeptidei începe și continuă întotdeauna de la capătul N-terminal la capătul C-terminal, numită direcția N-la-C.

La eucariote, mai multe proteine ​​eucariote ale factorului de inițiere (eIF) ajută la asamblarea ribozomilor. Factorul eucariotic de inițiere-2 (eIF-2) este activ atunci când se leagă de guanozin trifosfat (GTP). Cu GTP legat de acesta, proteina eIF-2 se leagă de mica subunitate ribozomală 40S. Apoi, ARNt inițiator s-a încărcat cu metionină (Met-ARNti) se asociază cu complexul ribozom GTP-eIF-2/40S și, odată ce toate aceste componente sunt legate între ele, ele sunt numite în mod colectiv complexul 43S.

Factorii de inițiere eucarioți eIF1, eIF3, eIF4 și eIF5 ajută la aducerea complexului 43S la capacul 5′-m7G al unui ARNm care trebuie tradus. Odată legat de capacul 5′ m 7 G al ARNm, complexul 43S începe să călătorească pe ARNm până când ajunge la codonul AUG de inițiere la începutul cadrului de citire al ARNm. Secvențele din jurul AUG pot ajuta la asigurarea că AUG corect este utilizat ca codon de inițiere în ARNm.

Odată ce complexul 43S este la inițierea AUG, tRNAi-Met este poziționat peste AUG. Antidonul pe ARNti-Met perechi de baze cu codonul AUG. În acest moment, GTP-ul legat de eIF2 în complexul 43Sx este hidrolizat la GDP + fosfat, iar energia este eliberată. Această energie este folosită pentru a elibera eIF2 (cu PIB-ul legat de acesta) din complexul 43S, lăsând subunitatea ribozomală 40S și ARNt.i-Met la locul de începere a translației al ARNm.

Apoi, eIF5 cu GTP legat se leagă de subunitatea ribozomală 40S complexată cu ARNm și ARNti-Întâlnit. eIF5-GTP permite legarea subunității ribozomale mari 60S. Odată ce subunitatea ribozomală 60S ajunge, eIF5 hidrolizează GTP-ul legat la GDP + fosfat și este eliberată energie. Această energie alimentează asamblarea celor două subunități ribozomale în ribozomul 80S intact, cu tRNAi-Met în situsul său P, în timp ce, de asemenea, este asociată cu codonul AUG de inițiere de pe ARNm. Traducerea este gata să înceapă.

Legarea eIF-2 la subunitatea ribozomală 40S este controlată prin fosforilare. Dacă eIF-2 este fosforilat, suferă o schimbare conformațională și nu se poate lega de GTP. Prin urmare, complexul 43S nu se poate forma corect și translația este împiedicată. Când eIF-2 rămâne nefosforilat, se leagă de subunitatea ribozomală 40S și traduce activ proteina.

Complex de inițiere a traducerii: Expresia genei poate fi controlată de factori care leagă complexul de inițiere a translației.

Capacitatea de a asambla complet ribozomul afectează direct rata la care are loc translația. Dar sinteza proteinelor este reglementată și la diferite alte niveluri, inclusiv sinteza ARNm, sinteza ARNt, sinteza ARNr și sinteza factorului de inițiere eucariotic. Modificarea oricăreia dintre aceste componente afectează rata la care poate avea loc traducerea.


De ce celulele umane exprimă mai multe varietăți de proteine ​​decât genele care le codifică? Cum a apărut această nepotrivire și are un scop biologic? Rezultatul este că căile alternative de splicing pre-mRNA sunt responsabile pentru producerea de decizii moleculare sub formă de transcrieri de ARN mesager, care diversifică formele și funcțiile familiilor de proteine ​​codificate în genom. În cele din urmă, spliceosomul este controlul biochimic al deciziilor de îmbinare. Trebuie să fie agil în modul în care direcționează deciziile privind recunoașterea locului de îmbinare pentru a favoriza sau defavoriza o cale de îmbinare față de alta, păstrând în același timp acuratețea. Deciziile de îmbinare pot avea un impact profund asupra destinului și comportamentului celular. În sistemul nervos, de exemplu, inhibarea anumitor căi de îmbinare în comparație cu altele poate automatiza cursul de timp al diferențierii precursorilor neuronali în celule mature, în timp ce alte mecanisme specifică modelele de conectivitate și proprietățile electrice ale neuronilor. În multe tipuri de celule, deciziile de îmbinare pot avea într-adevăr un efect benefic asupra structurii și funcției proteinelor, în timp ce elasticitatea acestor căi oferă celulelor mijloacele de a se adapta rapid la schimbările locale din mediu prin coordonarea producției lor de proteine.

Laboratorul Grabowski explorează în prezent modul în care căile de îmbinare prezintă elasticitate, care se vede prin sensibilitatea lor la stimularea mediului și stresul. Am dezvoltat receptorul NMDA R1 permeabil Ca 2+ ca un sistem model pentru a înțelege biochimia care stă la baza elasticității splicing-ului în neuroni și ne extindem experimentele la alte substraturi model în celulele canceroase. Adresăm următorul set de întrebări folosind abordări genetice, biochimie și genomice.

Ce jucători cheie în căile de semnalizare sunt activați pentru a răspunde la indicii de mediu și cum este determinată specificitatea țintei?

Care este arhitectura codurilor de splicing la nivelul țintelor pre-ARNm și cum răspund aceste coduri la căile activate?

Cum se resetează căile de îmbinare după ce stimulul extern dispare și ce controlează cinetica mecanismelor de resetare?


Regulatorul de îmbinare a Drosophila sex-letal inhibă direct translația 2 mARN-ul specific masculin-letal.

Expresia specifică masculină a proteinei 2 specifică masculină-letală (MSL-2) controlează compensarea dozei în Drosophila. Expresia genei msl-2 este inhibată la femele de Sex-lethal (SXL), o proteină de legare a ARN cunoscută că reglează îmbinarea pre-ARNm. Un intron prezent în regiunea 5’ netradusă (UTR) a ARNm de msl-2 conține situsuri presupuse de legare SXL și este reținut în muștele femele. Aici arătăm că SXL joacă un rol dublu în inhibarea exprimării msl-2. Cotransfecția celulelor Drosophila Schneider cu un vector de expresie SXL și un reporter care conține 5’ UTR al ARNm msl-2 a dus la reținerea intronului 5’ UTR și la acumularea eficientă a ARNm nespliced ​​în citoplasmă, unde traducerea sa a fost blocată de SXL , dar nu prin intron în sine. Atât splicing-ul, cât și inhibarea translației de către SXL au fost recapitulate in vitro și s-au dovedit a fi dependente de legarea SXL la situsurile cu afinitate ridicată din intron, arătând că SXL reglează direct aceste evenimente. Datele noastre dezvăluie un mecanism coordonat pentru reglarea exprimării msl-2 de către același factor de reglare: SXL impune retenția de intron în nucleu și inhibarea ulterioară a translației în citoplasmă.


Referințe

Chen YI, Moore RE, Ge HY, Young MK, Lee TD, Stevens SW. Analiza proteomică a complexelor de splicing pre-ARNm asamblate in vivo extinde catalogul factorilor participanți. Acizi nucleici Res. 200735:3928–44.

Wahl MC, Will CL, Luhrmann R. Spliceosome: principii de proiectare a unei mașini RNP dinamice. Celulă. 2009136:701–18.

Will CL, Luhrmann R. Structura și funcția spliceosomului. Cold Spring Harb Perspect Biol. 20113:pii: a003707.

Pan Q, Shai O, Lee LJ, Frey BJ, Blencowe BJ. Supravegherea profundă a complexității de îmbinare alternativă în transcriptomul uman prin secvențierea de mare debit. Nat Genet. 200840:1413–5.

Wang ET, Sandberg R, Luo S, Khrebtukova I, Zhang L, Mayr C și colab. Reglarea alternativă a izoformelor în transcriptoamele de țesut uman. Natură. 2008456:470–6.

Hastings ML, Krainer AR. Îmbinarea pre-ARNm în noul mileniu. Curr Opin Cell Biol. 200113:302–9.

Long JC, Caceres JF. Familia proteinei SR a factorilor de splicing: regulatori maeștri ai expresiei genelor. Biochem J. 2009417:15–27.

Han SP, Tang YH, Smith R. Diversitatea funcțională a hnRNP-urilor: trecut, prezent și perspective. Biochem J. 2010430:379–92.

Huelga SC, Vu AQ, Arnold JD, Liang TY, Liu PP, Yan BY și colab. Analiza integrativă la nivelul întregului genom dezvăluie reglarea cooperantă a splicing-ului alternativ de către proteinele hnRNP. Cell Rep. 20121:167–78.

Eperon IC, Makarova OV, Mayeda A, Munroe SH, Caceres JF, Hayward DG, et al. Selectarea site-urilor alternative de îmbinare 5′: rolul snRNP U1 și modele pentru efectele antagoniste ale SF2/ASF și hnRNP A1. Mol Cell Biol. 200020:8303–18.

Martinez-Contreras R, Fisette JF, Nasim FU, Madden R, Cordeau M, Chabot B. Siturile de legare intrronică pentru proteinele hnRNP A/B și hnRNP F/H stimulează splicing-ul pre-mARN. PLoS Biol. 20064, e21.

Sanford JR, Coutinho P, Hackett JA, Wang X, Ranahan W, Caceres JF. Identificarea țintelor ARNm nucleare și citoplasmatice pentru proteina de transfer SF2/ASF. Plus unu. 20083, e3369.

Zhang C, Frias MA, Mele A, Ruggiu M, Eom T, Marney CB, et al. Modelarea integrativă definește rețeaua de reglare a îmbinării Nova și controalele sale combinatorii. Ştiinţă. 2010329:439–43.

Zhu J, Mayeda A, Krainer AR. Identitatea exonului stabilită prin antagonism diferențial între hnRNP A1 legat de amortizor de splicing exonic și proteinele SR legate de amplificator. Celula Mol. 20018:1351–61.

Rolland T, Tasan M, Charloteaux B, Pevzner SJ, Zhong Q, Sahni N și colab. O hartă la scară proteom a rețelei de interatomi umane. Celulă. 2014159:1212–26.

Armean IM, Lilley KS, Trotter MW. Metode de calcul populare pentru evaluarea complexelor multiproteice derivate din experimente de purificare a afinității fără etichete și spectrometrie de masă (AP-MS). Proteomica celulelor Mol. 201312:1–13.

Asthana S, King OD, Gibbons FD, Roth FP. Predicția apartenenței la complexul proteic folosind fiabilitatea probabilistică a rețelei. Genom Res. 200414:1170–5.

Jansen R, Yu H, Greenbaum D, Kluger Y, Krogan NJ, Chung S și colab. O abordare rețelelor bayesiene pentru prezicerea interacțiunilor proteină-proteină din datele genomice. Ştiinţă. 2003302:449–53.

Wasserman S, Faust K. Analiza rețelelor sociale: metode și aplicații. Cambridge: Cambridge University Press 1994.

Ravasz E, Somera AL, Mongru DA, Oltvai ZN, Barabasi AL. Organizarea ierarhică a modularității în rețelele metabolice. Ştiinţă. 2002297:1551–5.

Tang YT, Kao HY. Relații tranzitive crescute cu distilare de proteine ​​de mare impact în predicția interacțiunii proteinelor. Biochim Biophys Acta. 18242012:1468–75.

Wodak SJ, Vlasblom J, Turinsky AL, Pu S. Protein-protein interactions networks: the puzzling riches. Curr Opin Struct Biol. 201323:941–53.

Hegele A, Kamburov A, Grossmann A, Sourlis C, Wowro S, Weimann M, et al. Cablajul de interacțiune dinamică proteină-proteină a spliceozomului uman. Celula Mol. 201245:567–80.

Martinez-Contreras R, Cloutier P, Shkreta L, Fisette JF, Revil T, Chabot B. Proteinele hnRNP și controlul îmbinării. Adv Exp Med Biol. 2007623:123–47.

Mishra GR, Suresh M, Kumaran K, Kannabiran N, Suresh S, Bala P și colab. Baza de date de referință pentru proteine ​​umane – actualizare 2006. Acizi nucleici Res. 200634:D411–4.

Girvan M, Newman ME. Structura comunitară în rețelele sociale și biologice. Proc Natl Acad Sci U S A. 200299:7821–6.

Barabasi AL, Gulbahce N, Loscalzo J. Medicină de rețea: o abordare bazată pe rețea a bolii umane. Nat Rev Genet. 201112:56–68.

Nguyen TN, Goodrich JA. Teste de interacțiune proteină-proteină: eliminarea interacțiunilor fals pozitive. Metode Nat. 20063:135–9.

Singh G, Kucukural A, Cenik C, Leszyk JD, Shaffer SA, Weng Z, et al. Interactomul celular EJC dezvăluie o structură mRNP de ordin superior și o legătură proteică EJC-SR. Celulă. 2012151:750–64.

Bonnal S, Vigevani L, Valcarcel J. Spliceosome as a target of novel antitumour drugs. Nat Rev Drug Discov. 201211:847–59.

Ke S, Chasin LA. Perechile de motive intrronice cooperează între exoni pentru a promova îmbinarea pre-ARNm. Genom Biol. 201011:R84.

Champion-Arnaud P, Reed R. Componentele prespliceosome SAP 49 și SAP 145 interacționează într-un complex implicat în legarea snRNP U2 la locul ramificației. Genes Dev. 19948:1974–83.

Will CL, Urlaub H, Achsel T, Gentzel M, Wilm M, Luhrmann R. Caracterizarea noilor proteine ​​SF3b și 17S U2 snRNP, inclusiv un omolog uman Prp5p și o proteină SF3b DEAD-box. EMBO J. 200221:4978–88.

Papasaikas P, Tejedor JR, Vigevani L, Valcarcel J. Rețeaua de îmbinare funcțională dezvăluie potențialul de reglementare extins al mașinării spliceosomale de bază. Celula Mol. 201557:7–22.

Tarn WY, Steitz JA. Modularea alegerii locului de îmbinare 5′ în ARN-ul pre-mesager prin două etape distincte. Proc Natl Acad Sci U S A. 199592:2504–8.

Karni R, de Stanchina E, Lowe SW, Sinha R, Mu D, Krainer AR. Gena care codifică factorul de splicing SF2/ASF este o proto-oncogenă. Nat Struct Mol Biol. 200714:185–93.

Anczukow O, Rosenberg AZ, Akerman M, Das S, Zhan L, Karni R și colab. Factorul de splicing SRSF1 reglează apoptoza și proliferarea pentru a promova transformarea celulelor epiteliale mamare. Nat Struct Mol Biol. 201219:220–8.

Busch A, Hertel KJ. Evoluția proteinei SR și a factorilor de reglare a splicing-ului hnRNP. Wiley Interdiscip Rev ARN. 20123:1–12.

Erkelenz S, Mueller WF, Evans MS, Busch A, Schoneweis K, Hertel KJ și colab. Activarea și reprimarea splicing-ului dependentă de poziție de către proteinele SR și hnRNP se bazează pe mecanisme comune. ARN. 201319:96–102.

Goren A, Ram O, Amit M, Keren H, Lev-Maor G, Vig I, et al. Analiza comparativă identifică secvențe de reglementare a splicing exonic - Definiția complexă a amplificatoarelor și a amortizoarelor. Celula Mol. 200622:769–81.

Maniatis T, Reed R. O rețea extinsă de cuplare între mașinile de expresie a genelor. Natură. 2002416:499–506.

Su AI, Wiltshire T, Batalov S, Lapp H, Ching KA, Block D și colab. Un atlas de gene al transcriptomilor care codifică proteinele de șoarece și umane. Proc Natl Acad Sci U S A. 2004101:6062–7.

Sturn A, Quackenbush J, Trajanoski Z. Geneza: analiza cluster a datelor microarray. Bioinformatica. 200218:207–8.

Opsahl T, Agneessens F, Skvoretz J. Centralitatea nodului în rețelele ponderate: gradul de generalizare și căile cele mai scurte. Rețele Soc. 201032:245–51.

Erdős PRA. Pe grafice aleatorii. I Publ Math Debrecen. 19596:290–7.

Fregoso OI, Das S, Akerman M, Krainer AR. Oncoproteina factorului de splicing SRSF1 stabilizează p53 prin RPL5 și induce senescența celulară. Celula Mol. 201350:56–66.

Caceres JF, Screaton GR, Krainer AR. Un subset specific de proteine ​​SR circulă continuu între nucleu și citoplasmă. Genes Dev. 199812:55–66.

Sun S, Zhang Z, Fregoso O, Krainer AR. Mecanisme de activare și reprimare de către factorii alternativi de îmbinare RBFOX1/2. ARN. 201218:274–83.

Hanamura A, Cáceres JF, Mayeda A, Franza Jr BR, Krainer AR. Expresia specifică tisulară reglată a factorilor de splicing pre-ARNm antagonişti. ARN. 19984:430–44.

Aranda V, Haire T, Nolan ME, Calarco JP, Rosenberg AZ, Fawcett JP și colab. Par6-aPKC decuplează perturbarea indusă de ErbB2 a organizării epiteliale polarizate de controlul proliferării. Nat Cell Biol. 20068:1235–45.

Bish RA, Fregoso OI, Piccini A, Myers MP. Conjugarea lanțurilor complexe de poliubiquitină la WRNIP1. J Proteome Res. 20087:3481–9.

Washburn MP, Wolters D, Yates 3rd JR. Analiza la scară largă a proteomului de drojdie prin tehnologia de identificare a proteinelor multidimensionale. Nat Biotechnol. 200119:242–7.

Taylor IW, Linding R, Warde-Farley D, Liu Y, Pesquita C, Faria D și colab. Modularitatea dinamică în rețelele de interacțiune a proteinelor prezice rezultatul cancerului de sân. Nat Biotechnol. 200927:199–204.

Motoyama A, Venable JD, Ruse CI, Yates 3rd JR. Tehnologie automată de identificare a proteinelor multidimensionale de ultra-înaltă presiune (UHP-MudPIT) pentru identificarea îmbunătățită a peptidelor a probelor proteomice. Anal Chim. 200678:5109–18.


9.5 Cum sunt reglementate genele

Pentru ca o celulă să funcționeze corect, proteinele necesare trebuie sintetizate la momentul potrivit. Toate organismele și celulele controlează sau reglează transcripția și traducerea ADN-ului lor în proteine. Procesul de activare a unei gene pentru a produce ARN și proteine ​​se numește expresie genică. Fie într-un organism unicelular simplu sau într-un organism multicelular complex, fiecare celulă controlează când și cum sunt exprimate genele sale. Pentru ca acest lucru să se întâmple, trebuie să existe un mecanism care să controleze când o genă este exprimată pentru a produce ARN și proteină, cât de mult din proteină este produsă și când este timpul să nu mai producem acea proteină, deoarece nu mai este necesară.

Celulele din organismele multicelulare sunt celule specializate din diferite țesuturi arată foarte diferit și îndeplinesc funcții diferite. De exemplu, o celulă musculară este foarte diferită de o celulă hepatică, care este foarte diferită de o celulă a pielii. Aceste diferențe sunt o consecință a exprimării diferitelor seturi de gene în fiecare dintre aceste celule. Toate celulele au anumite funcții de bază pe care trebuie să le îndeplinească singure, cum ar fi transformarea energiei din moleculele de zahăr în energie din ATP. Fiecare celulă are, de asemenea, multe gene care nu sunt exprimate și exprimă multe care nu sunt exprimate de alte celule, astfel încât să își poată îndeplini funcțiile specializate. În plus, celulele vor activa sau dezactiva anumite gene în momente diferite ca răspuns la schimbările din mediu sau în momente diferite în timpul dezvoltării organismului. Organismele unicelulare, atât eucariote, cât și procariote, activează și dezactivează genele ca răspuns la cerințele mediului lor, astfel încât să poată răspunde la condiții speciale.

Controlul expresiei genelor este extrem de complex. Defecțiunile în acest proces sunt dăunătoare celulei și pot duce la dezvoltarea multor boli, inclusiv cancerul.

Exprimarea genelor procariote versus eucariote

Pentru a înțelege cum este reglată expresia genelor, trebuie mai întâi să înțelegem cum o genă devine o proteină funcțională într-o celulă. Procesul are loc atât în ​​celulele procariote, cât și în cele eucariote, doar în moduri ușor diferite.

Deoarece organismelor procariote le lipsește un nucleu celular, procesele de transcripție și translație au loc aproape simultan. Când proteina nu mai este necesară, transcripția se oprește. Ca rezultat, metoda principală de a controla ce tip și cât de multă proteină este exprimată într-o celulă procariotă este prin reglarea transcripției ADN-ului în ARN. Toți pașii următori au loc automat. Când este nevoie de mai multe proteine, are loc mai multă transcripție. Prin urmare, în celulele procariote, controlul expresiei genelor este aproape în întregime la nivel transcripțional.

Primul exemplu de astfel de control a fost descoperit folosind E. coli în anii 1950 și 1960 de către cercetătorii francezi și se numește lac operon. The lac operonul este o întindere de ADN cu trei gene adiacente care codifică proteinele care participă la absorbția și metabolismul lactozei, o sursă de hrană pentru E. coli. Atunci când lactoza nu este prezentă în mediul bacteriei, lac genele sunt transcrise în cantități mici. Când lactoza este prezentă, genele sunt transcrise și bacteria este capabilă să utilizeze lactoza ca sursă de hrană. Operonul conține, de asemenea, o secvență promotor la care ARN polimeraza se leagă pentru a începe transcripția între promotor și cele trei gene este o regiune numită operator. Când nu este prezentă lactoză, o proteină cunoscută sub numele de represor se leagă de operator și previne legarea ARN polimerazei de promotor, cu excepția cazurilor rare. Astfel, se produce foarte puțin din produsele proteice ale celor trei gene. Când lactoza este prezentă, un produs final al metabolismului lactozei se leagă de proteina represoare și o împiedică să se lege de operator. Acest lucru permite ARN polimerazei să se lege de promotor și să transcrie liber cele trei gene, permițând organismului să metabolizeze lactoza.

Celulele eucariote, în schimb, au organele intracelulare și sunt mult mai complexe. Amintiți-vă că în celulele eucariote, ADN-ul este conținut în nucleul celulei și este transcris în ARNm acolo. ARNm nou sintetizat este apoi transportat din nucleu în citoplasmă, unde ribozomii traduc ARNm în proteină. Procesele de transcripție și translație sunt separate fizic de membrana nucleară. transcrierea are loc numai în interiorul nucleului, iar translația are loc numai în afara nucleului în citoplasmă. Reglarea expresiei genelor poate avea loc în toate etapele procesului (Figura 9.22). Reglarea poate apărea atunci când ADN-ul este derulat și slăbit din nucleozomi pentru a lega factorii de transcripție (nivel epigenetic), când ARN-ul este transcris (nivel transcripțional), când ARN-ul este procesat și exportat în citoplasmă după ce este transcris (nivel post-transcripțional) , când ARN-ul este tradus în proteină (nivel de translație), sau după ce proteina a fost făcută (nivel post-translațional).

Diferențele în reglarea expresiei genelor între procariote și eucariote sunt rezumate în Tabelul 9.2.

  • Transcripția ARN are loc înainte de traducerea proteinei și are loc în nucleu. Traducerea ARN-ului în proteine ​​are loc în citoplasmă.
  • Post-procesarea ARN include adăugarea unui capac 5’, coadă poli-A și excizia intronilor și îmbinarea exonilor.

Conexiune de evoluție

Splicing alternativ de ARN

În anii 1970, au fost observate pentru prima dată gene care au prezentat splicing alternativ de ARN. Splicingul alternativ al ARN-ului este un mecanism care permite producerea diferiților produse proteice dintr-o genă atunci când diferite combinații de introni (și uneori exoni) sunt îndepărtate din transcript (Figura 9.23). Această splicing alternativă poate fi întâmplătoare, dar mai des este controlată și acționează ca un mecanism de reglare a genelor, cu frecvența diferitelor alternative de splicing controlată de celulă ca o modalitate de a controla producția de diferite produse proteice în celule diferite, sau la diferite stadii de dezvoltare. Splicing alternativ este acum înțeles ca fiind un mecanism comun de reglare a genelor la eucariote conform unei estimări, 70% din gene la oameni sunt exprimate ca proteine ​​multiple prin splicing alternativ.

Cum ar putea evolua îmbinarea alternativă? Intronii au o secvență de recunoaștere de început și de sfârșit și este ușor de imaginat eșecul mecanismului de îmbinare de a identifica capătul unui intron și de a găsi sfârșitul următorului intron, eliminând astfel doi introni și exonul intermediar. De fapt, există mecanisme pentru a preveni o astfel de ignorare a exonilor, dar mutațiile pot duce la eșecul lor. Astfel de „greșeli” ar produce mai mult ca sigur o proteină nefuncțională. Într-adevăr, cauza multor boli genetice este splicing alternativ, mai degrabă decât mutații într-o secvență. Cu toate acestea, splicing alternativ ar crea o variantă de proteină fără pierderea proteinei originale, deschizând posibilități de adaptare a noii variante la noi funcții. Dublarea genelor a jucat un rol important în evoluția noilor funcții într-un mod similar - prin furnizarea de gene care pot evolua fără a elimina proteina funcțională originală.


Opțiuni de acces

Obțineți acces complet la jurnal timp de 1 an

Toate preturile sunt preturi NET.
TVA-ul va fi adăugat mai târziu la finalizarea comenzii.
Calculul taxelor va fi finalizat în timpul plății.

Obțineți acces limitat în timp sau complet la articole pe ReadCube.

Toate preturile sunt preturi NET.


Centrul de Biologie Vasculară

Scopul pe termen lung al cercetării mele este de a ajuta la dezlegarea interacțiunii complexe dintre celulele imune recrutate și căptușeala endotelială a vasculaturii în inflamația cronică, cu accent pe îmbinarea alternativă și modificările în matricea subendotelială ca determinanți critici ai respectivei interacțiuni. . Cercetarea noastră folosește in vivo și in vitro modele ale efectelor fluxului scăzut și perturbat asupra endoteliului arterial, ale căror forțe fizice conduc bolile vasculare care stau la baza atacului de cord și a accidentului vascular cerebral.

În calitate de bursier postdoctoral în laboratorul Dr. Richard Hynes de la MIT, am examinat reglarea fibronectinei, o proteină din matricea extracelulară găsită din abundență în locurile de leziuni vasculare. Analiza exprimării ARNm a fibronectinei ca răspuns la fluxul scăzut și perturbat în endoteliul arterial a evidențiat un comutator de îmbinare care a dus la includerea a doi exoni alternativi conservați pe scară largă.

Folosind modele genetice, am arătat că acest comutator de îmbinare protejează împotriva disecției hemoragice a peretelui vasului arterial în condiții de flux scăzut și perturbat.

Splicing-ul este din ce în ce mai recunoscut ca un contributor important la boala umană. Variațiile care rezultă din modificări în splicing pot produce proteine ​​cu funcții complet noi. Deși un număr de proteine ​​endoteliale critice sunt splicing alternativ, se știe puțin despre reglarea și funcția splicing-ului alternativ în endoteliu.

Munca noastră se aplică in vivo și in vitro modele pentru examinarea interacțiunilor de semnalizare dintre celulele imune și peretele arterial sub flux perturbat și evenimentele alternative de îmbinare care reglează aceste interacțiuni.

Lucrăm îndeaproape cu un grup de cercetători talentați în Biologie Vasculară și Imunologie pentru a ne atinge obiectivele, în cadrul Centrului de Biologie Vasculară și Centrul de Cardiologie Calhoun și colaboratorii din Grupul Imuno-Cardiovascular.

Proiect 1: Analiza splicing-ului alternativ în inflamația arterială determinată de flux

Reglarea ARN în endoteliu sub flux perturbat

Figure shows the consistency in gene expression and in splicing response among different biological replicates of endothelium exposed to low flow in vivo

Using an established model of flow-induced arterial injury, we have recently performed large scale RNA-sequencing analysis of an endothelial enriched fraction in normal and disturbed flow conditions. We have identified thousands of changes in alternative splicing, and a handful of potential upstream regulatory splice-factors. A large portion of these splicing changes are responsive to the recruitment of innate immune cells. We have mouse lines for the conditional deletion of three of these splice factors from the endothelium, allowing us to assess their functions in vivo.

This project involves phenotypic analysis of the consequences of perturbing these splice factors in vivo, with an emphasis on understanding the effects on immune response.

Project 2: Alternative splicing in cross-talk with myeloid cell

Macrophages co-cultured with splicing-mutated endothelial cells

Figure shows a DIC image of an aortic endothelial cell monolayer, which is overlaid with bone marrow derived monocytes from a reporter mouse (red). Profiling of the co-cultured monocytes and their differentiated progeny has revealed striking differences in phenotype, depending on the alternative splicing status of the endothelial cells they are cultured on.

We have developed methods for the conditional expansion of aortic endothelial cells in culture. These cells, and versions of these cells with alterations in specific splice factors or alternatively spliced genes are being used in co-culture experiments with myeloid cells. Pilot experiments have shown strong effects on the phenotype of wild-type myeloid cells cultured with endothelial cells altered in either the expression of the splice factors we have identified in vivo, or the alternative splicing events they regulate. This interesting result suggests how splicing responses in the endothelium, which are responsive to innate immune cell recruitment, shape chronic inflammation in arterial injury and likely other inflammatory processes as well.

This project involves in vitro culture of endothelial cells with mutations in the alternative splicing response, and the isolation and characterization of immune cells by FACs and molecular biology.

Project 3: Identification of splice regulators by candidate screen

Figure shows the relative level of alternative exon inclusion (increasing from left to right) by flow cytometry. Red=baseline, yellow=mutant cells, with impaired inclusion, blue=wild-type cells, with normal inclusion.

The list of regulatory splice factors identified in vivo was done by bioinformatics – specifically an enrichment in the regulatory motifs they bind to among the regulated splicing events. While this has revealed a clear role for the splice factors we are testing in Project 1, we have a handful of other factors which have been less characterized are therefore very interesting. We have established a method to screen the function of these factors in the regulation of a few key splicing events by flow cytometry. This screen will allow us to identify factors that result in either the increased or the decreased inclusion of specific exons in the final RNA in primary and cultured aortic endothelial cells.

This project involves pooled screens, using shRNA and CRISPR depletion approaches, to determine which factors affect the splicing response. We will be using FACs as the screen, and NextGen sequencing enrichment as the readout. "Hits," or novel regulators of splicing, will then be further interrogated in vitro and potentially in vivo.

Project 4: Regulation of NF-kappa B signaling by alternative splicing

For the vast majority of alternative splicing events we have identified, the function remains unknown. However, many of them target key processes in endothelial cells. One of the processes we are most interested in is NF-kappaB signaling. This pathway has a pivotal role in the response of the vascular endothelium to low and disturbed flow, and thus alterations of this pathway induced by changes in splicing are likely to impact the response of the vasculature to chronic flow-induced injury. We will examine these splice variants in our in vitro model, to determine which impact NF-kappaB induction, and then define the mechanism for this regulation.

This project involves the expression cDNA encoding the splice variants, and shRNA or CRISPR mediated suppression of specific splice isoforms. Outcomes will be assessed in a pooled fashion, using murine and human aortic endothelial cells engineered to express NF-kappaB reporters.

<--Molecular components of the NF-kappa B signaling pathway.

Figure reprinted by permission from Macmillan Publishers Ltd: Nature Reviews Molecular Cell Biology, 8, 49-62 (doi:10.1038/nrm2083), copyright 2007

Patrick Murphy
Principal Investigator

Amy Kimble
Research Assistant II

Jess Hensel
Absolvent

Sarah-Anne Nicholas
Absolvent

We are looking for talented researchers to join our team at all levels.

September 2016 - the Murphy lab is up and running!

July 2018 - Congratulations Jess on passing your qualifying exam with flying colors.

October 2018 - Thanks to the North American Vascular Biology Organization, for recognizing Sarah-Anne's work with a Travel Award to the 2018 meeting.

October 2018 - Nice work Jess, on winning a poster prize at the 2018 North American Vascular Biology Organization meeting in Newport!

April 2019 - Congratulations Maria Xu, on your graduation from the Ph.D. phase of your program. I look forward to hearing about your next accomplishments, it was a pleasure working with you and Dr. Vella to uncover new ways in which activated T cells are retained and re-activated within atherosclerotic plaque.

May 2019 - Thank you, to the American Heart Association, for the 2019 Innovative Project Award to apply our screening approach to identify endothelial RNA-binding proteins involved in the regulation of inflammatory responses.

June 2019 - Congratulations Sarah-Anne on passing your qualifying exam, I'm looking forward to your outstanding PhD work!

September 2019 - Happy to share my thoughts on the post-doc to faculty transition through the North American Vascular Biology Organization "Lessons Learned" NAVBO has been a key component of my success in research and I am happy to have a chance to give back!

September 2019 - We appreciate the recognition by the North American Vascular Biology Organization as "Lab of the Month".

Dec 2019 - Thank you, to the American Heart Association, for funding Sarah-Anne's graduate work on endothelial Elavl1 functions in adaptive immune responses.

Dec 2019 - Thank you, to the American Heart Association, for funding Jess's graduate work on the regulation of NFkB responses by RNA-binding proteins.

May 2020 - We were honored to be considered a finalist for the Irvine H. Page Junior Faculty Research Award from the American Heart Association, and congratulations to Hanrui Zhang of Colombia on winning the award.

May 2020 - Thank you, American Heart Association, for the Paul Dudley White International Scholar Award for the top ranked submitted abstract from a United States lab to the 2020 Vascular Discovery Meeting.

August 2020 - We are grateful for RF1 funding ($2.2M) from the NIH's National Institute of Neurological Disorders and Stroke, to support our work on splice factor function in the endothelial cells of the blood brain barrier in Alzheimer's and related diseases. We are incredibly enthusiastic about pushing boundaries over the next five years in work with our collaborators Riqiang Yan (UCONN Health), Li Gan (Weill Cornell) and Chris Schaffer (Cornell). Priveste acest spatiu!

September 2020 - excited to present three different projects at the North American Vascular Biology conference, and to hear about other exciting work on immune cell interactions with the endothelium, and endothelial contributions to atherosclerosis and neurodegenerative disease.

October 2020 - congratulations Sarah-Anne, on a great talk at the 2020 NAVBO meeting, and congratulations Jess on a great poster presentation, and a poster award!


Priveste filmarea: COD ROSU! ALERTA IN TOATA EUROPA, PANA De CURENT 2 Saptamani! Austria Pregateste Populatia! Stiri (August 2022).